Réactifs et instruments pour l'immunologie, la biologie cellulaire et la biologie moléculaire.
 

1. Spermatogenèse et ovogenèse

La spermatogenèse et l’ovogenèse sont les deux processus fondamentaux responsables de la production des gamètes mâles et femelles fonctionnels. Bien que toutes deux impliquent une prolifération mitotique, la méiose des cellules germinales et une différenciation terminale conduisant à la formation de cellules haploïdes, elles diffèrent considérablement par leur chronologie développementale, leur organisation cellulaire et leurs mécanismes de régulation. La spermatogenèse se déroule de manière continue tout au long de la vie reproductive au sein des tubes séminifères du testicule, où les cellules souches spermatogoniales (SSC) maintiennent un équilibre entre l’autorenouvellement et la différenciation afin d’assurer une production permanente de spermatozoïdes. À l’inverse, l’ovogenèse débute au cours du développement fœtal, lorsque les ovogonies entrent en méiose et s’arrêtent en prophase I jusqu’à la puberté. Après le recrutement folliculaire et la stimulation hormonale, les ovocytes sélectionnés reprennent la méiose, subissent la maturation ovocytaire, puis s’arrêtent de nouveau en métaphase II jusqu’à la fécondation (Griswold, 2016; Soh et al., 2015). Ces programmes développementaux finement coordonnés constituent des modèles expérimentaux majeurs en biologie de la reproduction, biologie du développement, biologie des cellules souches et recherche sur la fertilité.

Au cours de la spermatogenèse, les SSC indifférenciées prolifèrent par mitose avant de se différencier en spermatogonies de type A puis de type B. Ces cellules donnent naissance aux spermatocytes primaires qui initient la méiose, produisant des spermatocytes secondaires puis des spermatides rondes haploïdes. La spermiogenèse transforme ensuite les spermatides rondes en spermatozoïdes matures grâce à un remodelage morphologique profond comprenant la biogenèse de l’acrosome, la formation du flagelle, la réorganisation des mitochondries et une condensation spectaculaire de la chromatine, médiée par le remplacement des histones par des protéines de transition et des protamines (Bao & Bedford, 2016). L’ovogenèse suit une trajectoire développementale distincte, au cours de laquelle les cellules germinales primordiales se différencient en ovogonies qui entrent en méiose pendant l’embryogenèse. Les ovocytes en développement sont ensuite entourés de follicules primordiaux et demeurent bloqués jusqu’à l’activation folliculaire. Au cours de la folliculogenèse, les ovocytes connaissent une croissance cytoplasmique importante, accompagnée de l’accumulation d’ARN maternels, de protéines et d’organites indispensables au développement embryonnaire précoce. Une caractéristique majeure des ovocytes matures est la formation de la zone pellucide, une matrice glycoprotéique extracellulaire composée principalement de protéines ZP, qui assure la reconnaissance spécifique de l’espèce lors de la liaison des spermatozoïdes, déclenche la réaction acrosomique et contribue à la protection de l’embryon préimplantatoire (Wassarman & Litscher, 2016).

Un événement déterminant commun à ces deux processus est l’initiation et la progression de la méiose, contrôlées par des voies moléculaires hautement conservées. L’acide rétinoïque constitue le principal inducteur de l’entrée en méiose via l’activation de STRA8, un régulateur essentiel requis pour la réplication pré-méiotique de l’ADN et l’organisation des chromosomes (Anderson et al., 2008). Au cours de la prophase I méiotique, les chromosomes homologues assemblent le complexe synaptonémal, une structure protéique tripartite composée de SYCP1, SYCP2 et SYCP3, qui favorise la synapsis chromosomique et la recombinaison homologue. Les cassures double brin de l’ADN générées par SPO11 sont réparées par recombinaison homologue impliquant notamment DMC1 et RAD51, garantissant ainsi une ségrégation chromosomique fidèle et l’intégrité du génome (Handel & Schimenti, 2010). Outre ces régulateurs clés de la méiose, la différenciation des cellules germinales est gouvernée par de nombreux marqueurs conservés et voies de signalisation. DDX4 (VASA) constitue un marqueur universel des cellules germinales, DAZL régule leur aptitude à se différencier, PLZF (ZBTB16) assure le maintien des SSC par autorenouvellement, tandis qu’OCT4 est exprimé au cours des premiers stades du développement germinal. Au sein de la niche testiculaire, des molécules de signalisation telles que le GDNF et le bFGF (FGF2) favorisent le maintien des SSC, alors que l’acide rétinoïque induit leur différenciation et leur engagement dans la méiose (Griswold, 2016).

Ces mécanismes moléculaires sont étudiés à l’aide d’un large éventail d’outils de recherche en biologie de la reproduction, permettant une caractérisation précise de la différenciation des cellules germinales, de la méiose et de la maturation des gamètes. Les anticorps les plus largement validés comprennent notamment les anticorps anti-SYCP3, utilisés pour déterminer les stades méiotiques par la visualisation du complexe synaptonémal, les anticorps anti-STRA8 pour détecter l’initiation de la méiose, les anticorps anti-DDX4/VASA pour identifier les cellules germinales, les anticorps anti-PLZF pour les cellules souches spermatogoniales, les anticorps anti-DAZL pour les cellules germinales en différenciation, ainsi que les anticorps dirigés contre les protéines ZP pour les études sur la maturation ovocytaire et la formation de la zone pellucide. Ces marqueurs sont couramment utilisés en microscopie par immunofluorescence, immunohistochimie, Western blot, cytométrie en flux et analyses d’imagerie unicellulaire. Des facteurs de croissance recombinants et divers composés biochimiques, notamment le GDNF, le bFGF, l’acide rétinoïque et le BMP4, sont largement utilisés pour réguler le maintien, la différenciation et l’induction de la méiose des cellules germinales in vitro.

Les progrès récents réalisés dans les domaines de la spermatogenèse in vitro et des systèmes de culture ovarienne ont considérablement élargi les possibilités d’étudier la biologie des cellules germinales dans des conditions expérimentales contrôlées. Les cultures organotypiques de testicule, les cultures ex vivo de follicules ovariens, les organoïdes testiculaires, les systèmes de culture tridimensionnels fondés sur des matrices extracellulaires ainsi que les plateformes microfluidiques reproduisent de plus en plus fidèlement les principales caractéristiques de la niche germinale native, tout en permettant l’étude de la méiose, de la folliculogenèse, des troubles de la fertilité, de la toxicologie du développement et de la génétique de la reproduction (Sato et al., 2011; Richer et al., 2020). Ces plateformes expérimentales sont complétées par des milieux de culture spécialisés, des plaques de culture à faible adhérence compatibles avec l’imagerie, des hydrogels de matrice extracellulaire et des technologies d’imagerie à haut contenu facilitant l’analyse quantitative du développement des cellules germinales.

Les avancées continues en génétique moléculaire, en imagerie de cellules vivantes, en approches multi-omiques à l’échelle unicellulaire et en technologies d’organoïdes offrent des connaissances sans précédent sur les mécanismes cellulaires et moléculaires qui régissent la spermatogenèse et l’ovogenèse. Associées à des anticorps validés pour la spermatogenèse, à des réactifs destinés aux études sur l’ovogenèse, à des facteurs de croissance recombinants, à des systèmes de culture cellulaire et à des outils biochimiques de pointe, ces approches continuent d’accélérer la recherche sur la méiose, la différenciation des cellules germinales, les troubles de la reproduction et la fertilité des mammifères.

Références

  1. Griswold MD. Spermatogenesis: The Commitment to Meiosis. Physiological Reviews. 2016;96(1):1–17.
  2. Bao J, Bedford MT. Epigenetic regulation of the histone-to-protamine transition during spermiogenesis. Reproduction. 2016;151(5):R55–R70.
  3. Handel MA, Schimenti JC. Genetics of mammalian meiosis: regulation, dynamics and impact on fertility. Nature Reviews Genetics. 2010;11(2):124–136.
  4. Anderson EL, Baltus AE, Roepers-Gajadien HL, Hassold TJ, de Rooij DG, van Pelt AM, Page DC. Stra8 and its inducer, retinoic acid, regulate meiotic initiation in both spermatogenesis and oogenesis in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America (PNAS). 2008;105(39):14976–14980.
  5. Sato T, Katagiri K, Gohbara A, Inoue K, Ogonuki N, Ogura A, Kubota Y, Ogawa T. In vitro production of functional sperm in cultured neonatal mouse testes. Nature. 2011;471(7339):504–507.
  6. Wassarman PM, Litscher ES. A Bespoke Coat for Eggs: Getting Ready for Fertilization. Current Topics in Developmental Biology. 2016;117:539–552.
  7. Lesch BJ, Page DC. Genetics of germ cell development. Nature Reviews Genetics. 2012;13(11):781–794.